ESTUDIO DE ANALGÉSICOS

FUNDAMENTO TEÓRICO

Los analgésicos, como todo medicamento, están compuestos de ciertas sustancias: los principios activos: son los que reaccionan y producen el efecto del medicamento (casi siempre se trata de ácido acetil salicílico) y los excipientes, que son sustancias que no reaccionan y cuyas funciones son de relleno, para estabilizar el medicamento... si función verdaderamente vital para el medicamento (suele tratarse de almidón o lactosa).

OBJETIVO

Comprobar la presencia de ácido acetil salicílico en algunos analgésicos de uso frecuente, relacionar la presencia de acetil salicílico con algunas de las propiedades de estos comprimidos analgésicos y analizar el excipiente de los comprimidos investigados.

MATERIAL EMPLEADO

Comprimidos analgésicos de diversas marcas, tubos de ensayo, vasos de precipitado, mechero de gas, gradilla, nitrato de hiero (III), reactivo de Fehling, reactivo de lugol, papel indicador de pH, agua destilada, etiquetas autoadhesivas, matraz aforado(100 ml), balanza, vidrio reloj, espátula, mortero y mazo, pipeta y émbolo.

MÉTODO

Tras preparar una muestra de 0.1 molar de nitrato de hierro (III) en un matraz aforado de 100ml machacamos en un mortero con un mazo las distintas muestras de los 3 analgésicos (2 unidades de cada analgésico), hecho esto pesamos 0.5g de cada muestra y las diluimos en 100 ml de agua destilada. Tras acabas este paso vemos que, mientras la muestra A es muy difícil de disolver en agua (incluso queda con grumos), la B se diluye en un momento por ser efervescente y la C se diluye bien (aunque no del todo, la disolución queda un poco blanca). Tras esto medimos el pH de cada disolución (que vemos que son todas ácidas entre 6 y 7, menos la A que está entre 2 y 3), después cogemos 3ml de cada disolución y los ponemos en tubos de ensayo distintos y diferenciados con etiquetas, a estos tubos con las muestras les añadimos otros 3ml de nitrato de hierro (III) que se coloran de azul en presencia de salicílico, así descubrimos que la muestra A es la única sin acetil salicílico, además en la B hay un componente extraño que se precipita (aparentemente almidón). Tras esto intentamos ver los excipientes de cada una, para empezar usamos lugol para detectar almidón (rehacemos el proceso de los 3ml de cada muestra en diferenciados tubos de ensayo) y vemos que la única con almidón es la C, pero en cantidades muy escasas, y para acabar a cada muestra de 3ml le añadimos 2ml de cada disolución de cada Fehling (A y B) y calentándolas al baño maría para comprobar si tienen un excipiente disacárido con poder reductor (lactosa), tras esto vemos que ninguna reacciona.

CONCLUSIÓN

En las muestras que hemos analizado hemos visto que: la A (termalgin) no contenía ácido acetil salicílico, no contenía almidón ni lactosa; la B (Couldina) contenía acetil salicílico y nada de almidón ni lactosa; y por último la C (aspirina) contenía salicílico también, algo de almidón y nada de lactosa.

RECONOCIMIENTO DE GLÚCIDOS

FUNDAMENTO TEÓRICO

Los glúcidos tienen ciertas características que son fácilmente detectables, la principal es la que tienen de reductores, esta propiedad lo tienen todos los monosacáridos, la mayoría de los disacáridos y ningún polisacárido, así con una reacción de Fehling A y B en la disolución de los distintos glúcidos veremos que clase de glúcidos son con esta reacción. Al mezclar ambas muestras con ambos Fehlings y calentarlas al baño maría la muestra se pone de color rojo si el glúcido tiene poder reductor.

OBJETIVO

Averiguar mediante pruebas químicas ayudándonos de los conocimientos que tenemos de los glúcidos que tipo de glúcido es cada muestra que tenemos (A,B,C).

MATERIAL

Disoluciones A y B de Fehling, 3 tipos de glúcidos (un monosacárido, un disacárido y un polisacárido), tubos de ensayo, gradilla, vaso de precipitado, mechero, trípode, rejilla, pipetas y émbolos.

MÉTODO

Una vez tenemos las muetras, cada grupo coge con las pipetas 2ml de cada glúcido disuelto y se colocan esas muestras en tubos de ensayo distintos, en cada tubo echamos 2ml de Fehling A y B con pipetas y émbolos y las calentamos al baño maría, hecho esto comprobamos que la muestra C es un monosacárido debido a la coloración que obtiene (roja) característica de glúcidos reductores, hallamos que la B es un polisacárido, en primera instancia se veía a primera vista que lo era debido a que estaba en disolución coloidal (los polisacáridos son los únicos grlúcidos insolubles en agua) porque no obtiene colr alguno, por último vemos que la A es un disacárido porque tampoco cambia su color y, a diferencia de la B que no se disuelve por ser polisacárido, si está disuelta, lo que nos aclara que la A es la sacarosa, ya que es el único glúcido disacárido (por tanto soluble en agua) que no posee poder reductor.

CONCLUSIÓN

Al averiguar las características de poder reductor de cada muestra hallamos que la A es el disacárido sacarosa, que la B es un polisacárido (almidón) y la C un monosacárido (glucosa).

OBSERVACIÓN DE FENÓMENOS OSMÓTICOS

FUNDAMENTO TEÓRICO

Un medio por el que las células se quedan equilibradas respecto a las concentraciones de elementos (normalmente sales) de su interior y su exterior es la ósmosis. Cuando en la célula hay mayor concentración que en el exterior empieza a llenar aún más la vacuola de líquido para rebajar la concentración del interior y aumentar la del exterior hasta que queden lo más igualadas posible, en ocasiones se llena tanto que llega a "explotar" la célula, a este fenómeno se le llama turgencia. Por otra parte, cuando es mayor la concentración exterior, la vacuola empieza a expulsar líquido al exterior para, de nuevo, igualar las concentraciones. En la práctica, cogeremos una capa lo más fina posible de la epidermis de la flor, haremos un frotis con agua destilada (menor concentración en el exterior de la célula) y al verla al microscopio óptico veremos como el color de las células se encuentra en toda la célula, esto es debido a que la vacuola absorbe líquidos del exterior para igualar concentraciones y se hincha enormemente y, debido a que la pigmentación de las plantas se encuentra en sus vacuolas, por ello se ven todas las células mas coloradas. Por otra parte, tras introducir agua con sal diluida y sobresaturada en la muestra se establece un medio hipertónico en el exterior de la célula, lo que obliga a esta a vaciar su vacuola para intentar igualar concentraciones por lo que, al observarla al microscopio óptico, vemos que la pigmentación de la planta se encuentra concentrada en puntos del interior de la célula , esto es debido a que la vacuola ha encogido enormemente.

OBJETIVO

Observar los métodos de regulación osmótica de las células de unas plantas.

MATERIAL

Aguja enmangada, pinzas, bisturí, papel de filtro, mechero de alcohol, trípode, rejilla, agua destilada, sal, vasos de precipitado, pétalos de flores (rosas), porta- y cubreobjetos y microscopios ópticos.

MÉTODO

En primer lugar, ponemos a calentar una disolución de agua y sal y añadimos sal progresivamente hasta que se sobresature la disolución, mientras conseguimos muestras de la epidermos de la flor lo más finas posibles y las ponemos en el portaobjetos, les echamos agua destilada y las cubrimos con el cubreobjetos apoyándonos en la aguja enmangada para que no queden burbujas de aire entre la muestra y el cubre, una vez hecho esto ponemos la muestra al microscopio óptico y la enfocamos, la observamos en un medio hipotónico y, tras esto, le echamos a la muestra gotas de la disolución con sa sobresaturada, hecho esto la volvemos a observar en un medio hipertónico.

CONCLUSIÓN

Hemos observado en vivo y en directo como son las reacciones osmóticas y sabemos explicarlas teóricamente.